Биопсия материала для диагностики в сочетании с технологиями ПЦР проводится на 3-й день после оплодотворения, когда эмбрион содержит от 6 до 10 бластомеров. На этой стадии бластомеры являются полипотентными, и процедура биопсии не оказывает отрицательного влияния на жизнеспособность эмбриона. Оптимальным является анализ 1 - 2 бластомеров. В настоящее время биопсия бластомеров является современным подходом для ПГД и может использоваться в клинической практике.
Возможности ПЦР в увеличении малого количества ДНК до уровня, на котором его можно визуализировать и осуществить генетический анализ, делает этот метод приоритетным для ДНК-диагностики. Применение ПЦР дли анализа единственной клетки является трудной, но реально осуществляемой задачей и остается методом выбора для определения специфических генных мутаций у эмбрионов человека перед имплантацией.
Основным ограничивающим фактором при проведении ПГД является малое количество ДНК, используемое в качестве матрицы для ПЦР - примерно 7 пг (7*10-12), что соответствует количеству ДНК одной диплоидной клетки, тогда как предел чувствительности метода ПЦР равен примерно 10 нг ДНК (1*10-9).
В связи с этим основными проблемами протокола ПЦР для анализа единственной клетки являются:
1) увеличение количества ДНК до величины, необходимой для анализа;
2) предупреждение и исключение контаминации;
3) преимущественная амплификация или выпадение одного аллеля в гетерозиготных образцах.
3.1 Характеристика ПЦР единственной клетки. Эффективность амплификации
Эффективность ПЦР единственной клетки значительно ниже, чем обычной ПЦР, в которой количество ДНК-матрицы может быть в несколько раз больше. Снижение эффективности метода может происходить в результате разнообразных причин, касающихся как образца, так и самой процедуры ПЦР. К операционным проблемам относят потерю материала во время переноса клетки в пробирку или внезапный лизис до помещения клетки в пробирку, что снижает эффективность амплификации или приводит к ее отсутствию. Внутренние факторы заключаются в отсутствии ядра, дегенерации клетки с потерей или деградацией ДНК. Эти факторы контролировать значительно сложнее. На эффективность ПЦР, кроме процедуры переноса высококачественной ядросодержащей клетки, также влияет качественный лизис клетки с целью получения ДНК-матрицы.
3.2 Контаминация
Одна молекула ДНК на гаплоидный геном (вторичное полярное тело, ооцит или спермий) или две молекулы на диплоидный геном (бластомер или первое полярное тело) при таком малом количестве исследуемого материала любая примесь, случайно попавшая в пробирку для анализа, приводит к ошибкам клинической ПГД. Большое количество циклов для усиления сигнала и наличие только одной молекулы ДНК в анализируемом образце делают эту проблему наиболее значимой в ПГД. К сожалению, не существует единой стратегии, эффективно гарантирующей полное исключение контаминации, но ее уровень можно снизить, осуществляя регулярное тестирование всех ПЦР-реагентов, растворов для промывки и лизиса клеток на загрязнение перед процедурами ПГД.
Во избежание контаминации ДНК из сперматозоидов и яйцеклеток, которые могут присутствовать в "zonapellucida" человеческого эмбриона, бластомеры должны быть тщательно отобраны под микроскопом и отмыты холодной стерильной средой перед переносом в пробирку для ПЦР-анализа.
3.3 Преимущественная амплификация одного аллеля
Другая проблема, характерная для ПЦР-анализа одной клетки - преимущественная амплификация одного из аллелей (ПАОА), при этом один из двух присутствующих в гетерозиготном состоянии аллелей амплифицируется более успешно, чем другой. Для аутосомно-рецессивных заболеваний, при которых оба родителя могут нести разные мутации одного гена, такое явление может приводить к ошибочной диагностике. Частота ПАОА может быть довольно высокой и составлять до 25% случаев клинической ПГД. Причины ПАОА остаются невыясненными, но экспериментальные данные свидетельствуют о том, что к ним могут относиться условия проведения ПЦР, неполный клеточный лизис, неполная денатурация ДНК, которая необходима для амплификации обоих аллелей и др. ПАОА может выявляться при анализе ПЦР-продукта в геле с использованием окраски бромидом этидия. В то же время применение флюоресцентно-меченных праймеров для выявления продукта ПЦР с использованием автоматического генетического анализатора значительно снижает опасность ПАОА.
Самым распространенным методом снижения ПАОА, применяемым в настоящее время, является использование связанных маркеров. Этот метод может служить также и контролем контаминации. Его суть состоит в использовании многолокусной ПЦР, при которой одна пара праймеров отжигается в исследуемом локусе, а другая - на соседнем фрагменте ДНК.
Еще одной важной проблемой ПГД, как цитогенетической, так и молекулярной, является обнаружение при некоторых заболеваниях значительного уровня хромосомного мозаицизма, даже в нормальных эмбрионах. В связи с этим один бластомер, взятый для анализа, может оказаться неинформативным в отношении всего эмбриона.
4.1 ПЦР с вложенными призерами
Для того, чтобы четко выявить ПЦР-продукт в геле с помощью окраски бромидом этидия или нитратом серебра, необходимо примерно 50 - 60 циклов ПЦР с уникальной последовательностью, хотя Taq-полимераза может начать "ошибаться" примерно после 40 циклов, в результате чего появляется неспецифический продукт. Решить эту проблему можно при использовании ПЦР с вложенными праймерами для увеличения чувствительности и специфичности ПЦР с единственной молекулы ДНК. Первый раунд ПЦР увеличивает количество анализируемого фрагмента ДНК, содержащего возможную мутацию. ПЦР-продукт (полученный в первом раунде) используется как матрица для второго раунда амплификации с другим набором праймеров, расположенным внутри первого фрагмента. Таким образом, увеличивается специфичность ПЦР. Использование двух различных наборов праймеров значительно снижает риск контаминации.
4.2 ПЦР с использованием флюоресцентно-меченных праймеров
ПЦР с использованием флюоресцентно-меченных праймеров (ПЦР ФП) по многим причинам в последнее время стала методом выбора, который широко используют в лабораториях для анализа ДНК единственной клетки. Использование лазерных систем автоматического анализа фрагмента, меченного различными флюоресцентными молекулами, во много раз увеличивает чувствительность выявления ПЦР-продукта по сравнению с окраской бромидом этидия или нитратом серебра, а также снижает риск контаминации. Автоматическая система четко фиксирует изменения размера полученного продукта даже в один нуклеотид. Кроме того, отпадает необходимость в долговременном электрофорезе фрагментов ДНК в полиакриламидном геле, поэтому анализ может быть проведен в кратчайшее время.
4.3 Полногеномная амплификация
В последнее время основным методом увеличения количества ДНК при анализе единственной клетки в ПГД является полногеномная амплификация (ПА). Использование этого метода позволяет значительно увеличить количество ДНК-матрицы, необходимой для проведения ПЦР. Наиболее часто используемый метод полногеномной амплификации - добавочная предамплификация (ДПА). При использовании этого метода случайные последовательности 15-нуклеотидных праймеров инициируют синтез геномной ДНК.
Недостатком ПА является то, что амплифицируется большое количество повторяющейся ДНК (короткие тандемные повторы), что дает некий "фон", который может приводить к ошибкам специфической ПЦР. Эти ошибки возникают в результате скольжения цепи ДНК во время полимеризации продукта, особенно при низких температурах, необходимых для этого метода. В связи с этим не рекомендуется использование полногеномной амплификации при клинической диагностике заболеваний, связанных с экспансией тринуклеотидных повторов, или при диагностике, основанной на анализе сцепления с высокополиморфными микросаттелитными повторами.
5Методы анализа мутаций, основанные на ПЦР
С того момента, когда стало возможным амплифииировать ДНК одной клетки в достаточном для анализа количестве, были использованы все основные методы определения мутаций.
ДНК-диагностику мутаций можно условно разделить на 3 категории:
1) анализ определенной специфической мутации;
2) скрининг неизвестных мутаций в определенном гене;
3) определение не собственно мутации, а ее наличие (косвенная ДНК-диагностика).
Методы первой категории обычно широко используют для определения единичных распространенных мутаций. Методы второй категории являются скрининговыми и обычно используются для поиска еще не охарактеризованных мутаций в определенных генах. Косвенная ДНК-диагностика основана на анализе сцепления заболевания с полиморфными ДНК-маркерами в семье, когда ген не охарактеризован, но известна его локализация на хромосоме, если проведение прямой ДНК-диагностики затруднено из-за наличия псевдогенов, повторяющихся последовательностей или большого по величине гена, когда скрининг мутации может занять несколько недель.
Среди методов прямой ДНК-диагностики можно выделить:
1. аллель-специфическую ПЦР, с помощью которой проводят анализ наиболее распространенных мутаций гена CFTR при муковисцидозе, спинальной мышечной атрофии и пигментном ретините;
2. анализ с использованием рестрикционных эндонуклеаз применяют для диагностики определенных точечных мутаций при спинальной мышечной атрофии, пигментном ретините и др.;
3. анализ гетеродуплексов был эффективно использован для диагностики болезни Тея-Сакса, семейного аденоматозного полипоза и муковисцидоза;
4. анализ однонитевого конформациопного полиморфизма был эффективен в диагностике мутаций при семейном аденоматозном полипозе, β-талассемии, дефиците средней цепи ацилкоэнзим α-дегидрогсназы;