Згідно інших даних літератури (З.Л. Терешена, 1997)значний вплив на результати реконструктивних операції має ступінь забруднення рани та механізм отриманої травми. Так, вважається, що дефекти носа, які виникли внаслідок укусу тварин чи людей, мають песимістичний прогноз лікування, як і рани середнього та значного ступеня забруднення. Базуючись на власних спостереженнях, ми таких закономірностей не відмічали. Ми вважаємо, що забруднення рани та механізм отриманої травми (виключаючи дію хімічних, термічних чи променевих факторів) при адекватному виборі способу реконструкції дефекту носа суттєво не впливають на успіх оперативного лікування. Успішна реконструкція дефекту носа може бути проведена у гострому періоді після травми у разі адекватної ПТР рани.
Певні труднощі іноді виникають при оцінці післятравматичного стану раневої поверхні дефекту носа. Основне тактичне питання – коли проводити реконструкцію дефекту носа: чи то при первинній хірургічній обробці рани у гострому періоді, чи то у віддаленому періоді після заживлення та рубцювання рани, – несумнівно, вирішується при первинному огляді та під час ПТР. Оптимальним строком проведення первинної реконструкції дефекту вважаються перші 24 години після травми. Однак практично, враховуючи сучасні можливості фармакотерапії, ми вважаємо, що показанням до первинної реконструкції травматичних дефектів носа є відсутність запалення у рані, відсутність ознак хімічного чи термічного ураження тканин рани та відсутність тотального дефекту тканин носа.
Дослідження ефективності застосування суміші антиоксидантних препаратів (ПГС) при аутотрансплантації шкіри в експерименті на щурах лінії Вістар. Враховуючи той факт, що ефективність використання лоскутів на живлячій ніжці для реконструкції подібних дефектів носа більш ніж у 2 рази перевищує ефективність застосування реплантації чи трансплантації тканин у ділянку дефекту, ми вважали доцільним спробувати медикаментозно скорегувати ішемічні метаболічні зміни у пересаджених без власного джерела кровопостачання тканинах. Для цього ми провели експериментальне дослідження ефективності застосування суміші препаратів антиоксидантної дії (ПГС) для корекції метаболічних та морфологічних змін у трансплантатах шкіри щурів лінії Вістар, а також дослідили вплив застосування ПГС на приживлення трансплантатів у цих щурів. ПГС – 0,25% розчин ліпіну, 0,005% розчин аскорбінової кислоти, 0,0025% розчин верапамілу (ізоптіну) та 0,125% розчин унітіола, – яку ми використовували, було запропоновано С.П. Галічем у 1999 році, який експериментально довів ефективність внутрішньо-артеріальної перфузії суміші цих препаратів для фармакологічної корекції метаболічних ішемічних порушень при пересадці м’язевого надчеревного лоскута на живлячій ніжці у кролів. На відміну від експерименту С.П. Галіча, ми досліджували можливість корекції ішемічних метаболічних змін за допомогою ПГС у тканинах без власного джерела кровопостачання; окрім зміни досліджуваних тканин, змінився також і спосіб введення суміші препаратів з внутрішньосудинного на інфільтраційний та інкубаційний.
Матеріали та методи експериментального дослідження. Експериментальне дослідження ми проводили у лабораторії тканинних культур Інституту ендокринології та обміну речовин ім. В.П. Комісаренка АМН України (зав. лабораторією к.м.н. І.П. Пастер). Відпрацювання методик та безпосередньо експерименти поставлено на 75 статевозрілих щурах лінії Вістар масою тіла 120-150 г розводки віварію Інституту ендокринології та обміну речовин ім. В.П. Комісаренка АМН України, які утримувались на стандартній дієті. Експериментальне дослідження розподілили на 3 окремі етапи : 1 етап – in vitro, а 2 етап – in vivo досліджувався вплив застосування ПГС на морфофункціональний стан експлантатів та трансплантатів шкіри щурів лінії Вістар залежно від терміну холодової (4°С) інкубації, 3 етап був присвячений дослідженню впливу застосування ПГС на приживлення повношарових трансплантатів шкіри щурів залежно від терміну попередньої холодової (4°С) інкубації.
Повношарові шматочки шкіри отримували в асептичних умовах під ефірним наркозом. Для цього у тварин в міжлопатковому проміжку ретельно вистригали шерсть та відповідну ділянку шкіри обробляли дезінфікуючим розчином (10% розчином повідон-йоду – бетадіном). Після цього ножицями вирізали по 2 шматочки шкіри з підшкірною клітковиною розмірами 1,0х1,0 см, а рани закривали асептичними пов’язками. Кожний отриманий шматочок шкіри переносили в окремий культуральний флакончик з 2 мл 0,9% розчину хлориду натрію або з 2 мл розчину ПГС та інкубували протягом різного часу при температурі 4°С. Шматочки шкіри, що інкубувалися у фізіологічному розчині, були контрольними, а ті, що інкубувалися у ПГС – дослідними. Протигіпоксичну суміш готували безпосередньо перед застосуванням шляхом додавання у флакон з ліпіном 0,9% розчину хлориду натрію і наступного струшування флакону протягом 2-3 хвилин до утворення однорідної емульсії білуватого кольору, до якої потім додавали відповідні об’єми розчинів аскорбінової кислоти, ізоптіна та унітіола. Для дослідження на 1 етапі, через 1, 3, 6, 12, 18 та 24 години холодової (4°С) інкубації вилучали контрольні та дослідні експлантати. Кожен експлантат розрізали навпіл для проведення гістологічного дослідження та визначення активності процесів ліпопероксидації за вмістом накопичення кінцевого продукту ПОЛ – малонового діальдегіду (МДА) по реакції з 2-тіобарбітуровою кислотою у розрахунку на одиницю кількості білка. Для дослідження на 2 етапі, через 6, 12, 18 та 24 години після холодової (4°С) інкубації контрольні та дослідні шматочки шкіри були повернуті щурам шляхом трансплантації таким чином, що у кожного щура-реципієнта був як контрольний, так і дослідний трансплантати. Перед трансплантацією дослідних шматочків шкіри проводилася однократна інфільтрація цих шматочків 0,2 мл свіжевиготовленої ПГС з боку підшкірної клітковини за допомогою інсулінового шприцу BD Micro-Fine plus U-100. Трансплантацію проводили під ефірним наркозом, після обробки операційного поля 10% розчином повідон-йоду, трансплантати фіксувалися спеціальними пов’язками за допомогою клеолу. Через 48 годин після трансплантації як контрольні, так і дослідні шматочки шкіри вилучалися. Кожен з них розділявся навпіл та досліджувався гістологічно для оцінки морфологічних змін та біохімічно для визначення активності ПОЛ. Для дослідження на етапі №3: через 6, 12, 18 та 24 години після холодової (4°С) інкубації контрольні та дослідні шматочки шкіри були повернуті щурам шляхом трансплантації точно таким же чином, як і у дослідженні №2, але через 48 годин пересаджені трансплантати не вилучалися. Через 72 години після пересадки проводилась візуальна оцінка успіху трансплантації як контрольних, так і дослідних шматочків шкіри. Критерієм візуальної оцінки успіху трансплантації була загальноприйнята у імунологічних дослідженнях 7-бальна шкала макроскопічних змін трансплантату (Г. Фримель, 1987). Отримані результати документувалися за допомогою мікрофотографування.
Для вивчення морфологічних змін з боку тканин трансплантатів та експлантатів шкіри вилучені шматочки шкіри піддавали стандартній гістологічній обробці: фіксували у рідині Буена 24 години, зневоднювали у спиртах зростаючої концентрації (70%, 80%, 90%, 96% І та 96% ІІ), просвітлювали у двох бензолах по 15 хвилин, витримували 1-у годину при 37°С у суміші бензолу та парафіну (1:1) та при 56°С у двох парафінах по 45 хвилин, після чого заливали у парафін. Зрізи товщиною 5 мкм робили на санному мікротомі, забарвлювали гематоксиліном та еозином, після чого досліджували за допомогою мікроскопа МБИ-6 (“ЛОМО”, Росія) при збільшенні 10х20 та 10х40. Всі отримані дані в ході дослідження етапів №1, №2 та №3 обробляли методами варіаційної статистики із застосуванням критерію (t) Ст’юдента.