Одним из путей достижения этой цели, на наш взгляд, является использование рефлексотерапевтических методов (игло-, электро- и прессотерапии). Воздействуя на определенные биологически активные точки организма, связанные с гипоталамусом и средним мозгом, можно "запустить" выработку данными структурами мозга вещества Р. Физиологический эффект вещества Р как одного из эндогенных пептидов проявляется в модуляторном действии, выражающемся в способности влиять на нейрохимические свойства и катехо-ламиновый метаболизм нейронов, участвующих в формировании эмоциональных реакций, и тем самым прекращать нейромедиаторную интеграцию отрицательного эмоционального возбуждения, от которой зависит продолжительность отрицательной эмоциональной реакции, а значит и возможность развития эмоционального стресса.
В работах М.А. Звягинцевой (1988) [23], К.В. Судакова (1989) [32] разрабатываются способы коррекции и купирования стрессовых реакций и вызванных ими нарушений кровообращения с помощью эндогенных нейропептидов, а именно субстанции Р и пептида дельта-сна. Как показали исследования, субстанция Р обладает антистрессовым действием, улучшает функциональные состояния головного мозга и нормализует АД. Синтез в мозге эндогенных пептидов (вещества Р и, возможно, других эндогенных пептидов) может быть одним из факторов, определяющих генетические и индивидуальные различия в устойчивости к острому и хроническому эмоциональному стрессу и особенность метаболизма биогенных аминов в различных структурах мозга у устойчивых и предрасположенных к эмоциональному стрессу особей. Другими эндогенными пептидами, регулирующими эмоциональные реакции, в том числе и стрессовые, помимо вещества Р, являются эндорфины и энкефалины. Они так же, как и вещество Р, широко представлены в различных отделах мозга, в том числе в эмоциогенных зонах лимбической системы и в промежуточной доле гипофиза[4].
Эндорфины и энкефалины обладают необычайной способностью подобно морфину и героину снимать болевые ощущения. Это так называемые естественные опиаты. Тот факт, что морфин, героин и эндорфины связываются в одних и тех же местах, позволяет предположить, что эндорфины играют роль и в тех разновидностях эмоций, которые не имеют прямого отношения к боли. Ф. Блум и соавт. (1988) [4] показали, что у экспериментальных животных и человека при стрессе происходит выработка и высвобождение эндорфинов в нервных сетях. Высвободившиеся эндорфины, по всей вероятности, действуют двояко. С одной стороны, как опиаты, с другой - как регуляторы эмоциональных (стрессовых) реакций. Как опиаты, они блокируют высвобождение в синапсах задних рогов спинного мозга вещества Р, выделяемого из медленных (безмиелиновых) волокон, проводящих болевые импульсы от болевых рецепторов. В результате этого постсинаптический нейрон подвергается более слабой стимуляции веществом Р и головной мозг получает меньше болевых импульсов. Как регуляторы эмоциональных реакций, они каким-то образом, по всей вероятности через лимбическую систему, регулируют возбуждение, страх и другие стрессовые состояния в соответствии с ситуацией [35].
В настоящее время протеолиз рассматривается не только как процесс катаболической утилизации биологически активных пептидов, но и как регуляторный фактор, функция которого состоит в запуске и прерывании ряда биохимических и физиологических процессов при различных функциональных состояниях организма. Практически неизученным остается вопрос об изменениях в функции ферментов обмена нейропептидов при физической работе, в то время как именно активность этих ферментов определяет уровень биологически активных пептидов в организме и, следовательно, степень адаптации организма к физической работе. Физическую работу можно отнести к факторам стресса.
Обнаружено, что у устойчивых к стрессу животных в гипоталамусе и стриатуме активность КПN при воздействии стресса повышается. Авторами высказано предположение, что такой эффект наблюдается в связи с активацией синтеза в исследованных отделах нейропептидов (энкефалинов, вещества Р и др.), играющих ключевую роль при адаптации к стрессу [38].
Особый интерес представляют исследования, касающиеся влияния различных веществ на ферменты обмена нейропептидов при стрессе. Известно, что этанол ослабляет некоторые физиологические проявления стресса, усиливает секрецию стресс-пептидов, а так же активирует энкефалинэргическую систему. Поскольку уровень опиоидных и стресс-пептидов в организме контролируется КПN, то представляется возможным, что КПN определяет характер влияния этанола на организм при стрессе. Характер влияния этанола на физиологические проявления стресса связан с особенностями стрессирующего фактора. Сведения о гиперактивации КПN при совместном действии этанола иммобилизационного или хронического ЭБС в отделах мозга, где синтезируются опиоидные пептиды, вещество Р, подтверждают данные об адаптогенном действии этанола при стрессе. Однако такая активация пептидэргических систем ведет к тяжелым последствиям для организма, так как вызывает более быстрое истощение этих систем.
АПФ участвует в деградации энкефалинов, вещества Р и ПВДС - биологически активных пептидов, основная роль которых заключается в адаптации организма к стрессу [8].
Таким образом, изменения в проявлении функциональной активности ферментов процессинга и инактивации биологически активных пептидов при стрессе свидетельствуют о важной роли этих ферментов в регуляции уровня активных нейропептидов, участвующих, как в развитии, так и в торможении размаха стресс-реакции.
В исследовании использовали сыворотку крови, полученную путем центрифугирования крови при 4000 об/мин в течении 30 мин. Забор крови осуществлялся из локтевой вены у спортсменов квалификации мастер спорта и мастер спорта международного класса, вид спорта: легкая атлетика, средний бег и триатлон (n=12). В качестве контрольного материала использовали сыворотку крови студентов и аспирантов ВУЗов города Пензы (n=12).
Каждая группа делилась на две подгруппы – до нагрузки и на субмаксимальной нагрузке. Физическую работу создавали с помощью программируемого тредбана Tunturi 90, начиная со скорости 3,5 м/с, повышая каждые две минуты на 0,5 м/с до скорости, характеризующейся подъемом пульса до 180 ударов в минуту, на которой испытуемый бежал до состояния полного утомления. Пробы крови отбирались из локтевой вены до нагрузки и непосредственно после остановки тредбана.
Концентрацию вещества Р определяли иммуноферментным методом ELISA [42] в сыворотке крови. Для получения сыворотки кровь центрифугировали 30 мин при 4000 об/мин.
2.2.3 Метод определения активности КПN
Сыворотку крови (40 мкл) смешивали с 20 мкл 35 мкМ СоSO4 в 100 мМ трис-НСl буфере, рН=7,6,и преинкубировали 8 мин при 37°С. Реакцию начинали прибавлением 10 мкл кбз-Gly-Arg в вышеуказанном буфере. Через 120 мин реакцию останавливали прибавлением 30 мкл 10% трихлоруксусной кислоты. Пробы центрифугировали 30 мин при 4000 об/мин. Отбирали 50 мкл надосадочной жидкости и определяли количество образовавшегося Arg нингидриновым методом (добавляли 1 мл нингидрина). Далее инкубация 12 мин на кипящей водяной бане. Затем пробы колориметрировали на КФК-2 при λ=590 нм. Активность КПN определяли по отщеплению Arg от кбз-Gly-Arg как Со²+- активируемую. Активность фермента выражали в нмоль Arg, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка. Количество белка в пробах определяли по методу Лоури.
Активность ангиотензинпревращающего фермента определяли по образованию Gly-Arg из кбз-Gly-Gly-Arg при рН=8,2, как активность, ингибируемую каптоприлом. Сыворотку крови (40 мкл) смешивали с 20 мкл 35 мкМ каптоприла в 100 мМ трис-НСI буфере,рН=8,2, или 20 мкл буфера и преинкубировали 8 мин при 37°С. Реакцию начинали прибавлением 10 мкл раствора кбз-Gly-Gly-Arg в вышеуказанном буфере. Через 120 мин реакцию останавливали прибавлением 30 мкл 10% трихлоруксусной кислоты. Пробы центрифугировали 30 мин при 4000 об/мин. Отбирали 50 мкл надосадочной жидкости и определяли количество образовавшегося Gly-Arg нингидриновым методом (добавляли 1 мл нингидрина). Далее инкубация 12 мин на кипящей водяной бане. Пробы колориметрировали на КФК-2 при λ=590 нм. Активность ангиотензинпревращающего фермента определяли как разность в оптической плотности проб не содержащих и содержащих каптоприл. Активность фермента выражали в нмоль Gly-Arg, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка. Количество белка в пробах определяли по методу Лоури.
Для определения активности лейцинаминопептидазы 90 мкл сыворотки крови смешивали с 10 мкл раствора пуромицина, приготовленного на соответствующем буфере (в случае опытной пробы (I)) и к 10 мкл 20 мМ фосфатного буфера (рН 7,4) (в случае опытной пробы (II) и контрольной пробы). Далее проводили преинкубацию 8 мин при 37˚С. Реакцию начинали прибавлением в опытные пробы 100 мкл 310 мкМ раствора лей-b-нафтиламина, приготовленного на буфере. Через 30 мин реакцию останавливали прибавлением 40 мкл 10% раствора ТХУ. В контрольные пробы добавляли 100 мкл субстрата. Пробы центрифугировали 30 мин при 4000 об/мин. Отбирали 100 мкл надосадочной жидкости, добавляли по 1,5 мл натрий-ацетатного буфера (рН 4,2). Измерение флюоресценции образовавшегося b-нафтиламина проводили на флюориметре ФМЦ-2 при λex=360 нм и λem=420 нм в кювете толщиной 1 см. Активность фермента определяли как разность между опытной пробой (I) и контрольной пробой и выражали в мкмоль b-нафтиламина, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка. Белок определяли методом Лоури.